Problema grave de bulking por organismos filamentosos - Nuestro experto en Bioindicación y Laboratorio, Andrés Zornoza Zornoza responde

Problema grave de bulking por organismos filamentosos

Consulta realizada por DIxon Gomez
Estimado Andrés, en la planta que estoy operando he encontrado un problema grave de bulking por organismos filamentosos y una espuma densa en los reactores debida a la nocardia. Tengo entendido que una dosis de cloro puede ayudarme con este problema. Según tu experiencia ¿que dosis de cloro y en que presentación es mas efectiva para remediar este problema?
Agradezco su pronta respuesta. Saludos de Colombia.
Respuesta por Andrés Zornoza Zornoza
Estimado Dixon, a continuación contesto a tu consulta:
 
Por tus indicaciones parece un problema de bulking-foaming. El primer paso es valorar la alteración estructural en el flóculo, es decir, si el problema de escape de SSLM es debido al albultamiento (bulking), y por lo tanto, levantamiento del manto de fango en el clarificador secundario, o espumación (foaming), formándose gruesas capas de espumas en superficie que rebasan los deflectores del clarificador. Es muy común que dominen dos o incluso varios microorganismos filamentosos en el proceso biológico, por ello, debes identificarlos tanto en la espuma emulsionada como en el fango activo. Una vez determinado el fenómeno que altera el proceso (bulking o foaming), así como la bacteria filamentosa que lo origina, deberás documentarte sobre su ecología y/o ecofisiología para intentar buscar soluciones, modificando los parámetros de operación y la configuración del proceso. Te indico el enlace de los últimos datos de ecología en plantas a escala real que hemos publicado: descarga.
 
En tu exposición indicas que la espuma es originada por Nocardia. Por un lado, indicarte que la conocida formadora de foaming Nocardia amarae ha sido reclasificada como Gordona amarae, y posteriormente nombrada como Gordonia (nombre etimológicamente más correcto). A las bacterias filamentosas formadoras de espumas con ramificación verdadera las denominamos genéricamente Nocardioformes, siendo primordial identificar el tipo de nocardioforme (existen dos tipos). Uno de ellos, el cual comparten varios géneros del grupo Mycolata, muestra filamentos ramificados aproximadamente en ángulo recto. Esta morfología fue inicialmente propuesta en la descripción de Gordonia amarae, denominando a los organismos con morfología similar como Gordonia amarae-like organisms (GALOs). El segundo, que muestra un patrón de distribución de ramificaciones en ángulo agudo, tal cual se ha descrito en Skermania piniformis, ha sido originalmente denominado como “pine tree-like organisms” (PTLOs). Normalmente, PTLO suele ocasionar problemas de bulking-foaming, mientras que GALO suele ocasionar más problemas de foaming. Sus características ecológicas son diferentes.
 
Respecto a las medidas correctoras a aplicar, sinceramente, la cloración sería la última opción, por no ser una medida específica, y sobre todo, requiere unas medidas de control y seguimiento. Te indico el enlace de un artículo que publiqué hace tiempo, donde explicamos el modo de proceder y las dosis de aplicación: descarga. No obstante, puedes comenzar con una dosis de 6-8 g Cl/Kg SSVLM.d, utilizando hipoclorito sódico. Te recomiendo que ajustes la dosis a partir de los resultados de viabilidad celular. Si no llevas a cabo un control de la aplicación de cloro puede ocurrir que la dosis sea baja, originando un gasto de producto, o que sea excesiva, ocasionando una alteración en el proceso de depuración (con aparición de espumas blancas).
Si el episodio de espumación es causa de la presencia excesiva de nocardioformes, puedes utilizar un producto específico, de la misma forma que se utiliza PAX para M. parvicella, como es el FEX-120. Esta aplicación ha sido estudiada por investigadores de prestigio internacional, por lo que podría ser bastante efectiva. En estos momentos estamos a la espera de poder llegar a un acuerdo con la firma que lo comercializa para estudiarlo en plantas a escala real en España.
 
Finalmente, te resumo los errores más cometidos ante problemas ocasionados por la proliferación excesiva de bacterias filamentosas en fangos activos.
 
  1. No identificar en primer lugar el protagonista causante del episodio de foaming y/o bulking es el primer grave error que se comete. Si no se identifica la bacteria filamentosa se “caminará” a ciegas, siendo las posibilidades de éxito muy bajas.
  2. Identificar la bacteria filamentosa responsable del episodio de foaming solo en el licor mezcla. Este es otro error que se comete cuando tenemos el reactor y los decantadores secundarios colapsados de espumas. En primer lugar, todas las espumas no son “Nocardia”, término además incorrectamente utilizado, sino que existe una gran variedad de posibles candidatas formadoras de espumas. No se debe plantear ninguna medida correctora sin antes examinar microscópicamente las natas, puesto que es posible que se invierta la abundancia de bacterias filamentosas respecto a la observada en el licor mezcla.
  3. Identificar las bacterias filamentosas empleando solo la técnica convencional. En algunos casos será suficiente el sistema de clasificación convencional de morfotipos filamentosos propuesto por Eikelboom en 1975, pero en otros casos será necesario utilizar la técnica de hibridación in situ con sondas 16S/23S rDNA marcadas con fluoróforos (FISH) o incluso el análisis metagenómico.
  4. Utilizar las medidas correctoras no específicas sin antes plantear estrategias de control basadas en la ecofisiología in situ y ecología de las bacterias filamentosas. Algunos responsables de EDAR optan por elegir como primera opción medidas de control no específicas, como es la cloración, aplicación de ozono en superficie u otros tratamientos fisicoquímicos, las cuales implican mayores riesgos y gastos de explotación. El primer planteamiento es siempre seleccionar las estrategias de control a partir de los últimos datos disponibles sobre la ecofisiología in situ y ecología de las bacterias filamentosas identificadas como dominantes.
  5. Aplicar cambios operacionales simultáneamente y no tener en cuenta la inercia biológica del sistema. Aplicar simultáneamente medidas operacionales: modificación de la edad del fango, carga orgánica, oxígeno, etc.. no es la mejor estrategia. Los datos de ecofisiología y ecología determinaran cual es el orden lógico de las medidas a aplicar, utilizando la mejor herramienta para el control de la efectividad de dichas medidas. Otro error muy extendido es esperar que los cambios biológicos se produzcan inmediatamente después de aplicar las medidas correctoras. El sistema de fangos activos, como cultivo biológico, necesita un tiempo para que los cambios puedan ser percibidos a nivel macroscópico. En este sentido el responsable de planta debe ser paciente.
  6. No utilizar el índice volumétrico de fango diluido (IVFd) como herramienta para el seguimiento del bulking filamentoso. El fango activo abultado ocasiona valores de la V30 elevados, originando sesgos en el cálculo e interpretación del IVF. No llevar a cabo una adecuada dilución del fango (V30 diluida) es otro grave error que se comete durante estos episodios, siendo una herramienta fundamental para comprobar si nuestras medidas implantadas están siendo efectivas.
  7. Purgar y purgar licor mezcla sin “romper” o separar la emulsión de natas de la superficie del reactor y decantador secundario. Es común, ante cualquier episodio de foaming, las purgas intensivas de fangos en exceso, aunque dependiendo de la estructura flocular y/o de la bacteria filamentosa dominante puede no ser la mejor opción. Lo cierto es que las purgas de fangos en exceso van a tener su mayor efecto cuando sean posteriores a la aplicación de las medidas para “romper” la emulsión de la superficie, pues es en esta donde se encuentra la mayor densidad de la bacteria causante del episodio. Además, está demostrado científicamente que determinadas bacterias filamentosas son capaces de sobrevivir en la nata emulsionada durante varios meses, gracias a sus actividades exoenzimáticas. Por este motivo, si no se retiran eficazmente las natas del sistema, los problemas en la EDAR pueden prolongarse en el tiempo.
  8. Aplicar pequeñas y/o pocas modificaciones. Otro de los errores que se cometen es no hacer cambios importantes en el sistema. El cultivo en suspensión necesita una modificación “brusca” de las condiciones ambientales para que otras bacterias filamentosas puedan colonizar el fango, desplazando así a la bacteria causante del episodio. En este sentido, por ejemplo, en ocasiones se tiene cierto “temor” a disminuir mucho los sólidos suspendidos del licor mezcla en el reactor (SSLM) y/o a poner o dejar fuera de servicio reactores biológicos. Evidentemente, en estos casos el responsable de planta debe proponer los cambios en función de los datos de ecología y/o ecofisiología in situ disponibles. Además, debe “probar y probar” y no conformarse con realizar pocas modificaciones en planta. Es cierto que algunas instalaciones de pequeño tamaño ofrecen pocas o nulas posibilidades de maniobra, siendo en estos casos la mejor opción aplicar directamente medidas correctoras no específicas.
  9. Realizar cambios en el sistema cuando el agua tratada cumple los límites de vertido. Cuando tenemos un problema de foaming o bulking en planta, durante el cual el agua tratada cumple los límites de vertido, y sabemos que el problema no va en aumento, mi consejo siempre es: no hacer nada. La pérdida de la calidad del efluente depende del equilibrio entre la macroestructura (filamentosas) y la microestructura del flóculo y de las características hidráulicas de la planta. En este sentido, por ejemplo, puede ocurrir que nuestro fango se encuentre muy abultado (elevados valores del IVFd), pero que por sobredimensionado de la planta el tiempo de retención hidráulico en el decantador secundario sea muy elevado, disminuyendo así los efectos de la mala sedimentabilidad del fango. En estos casos, y salvo que los motivos se justifiquen por ahorro de costes de explotación y se tenga claro que la medida correctora tenga elevadas posibilidades de éxito, lo más sensato es no aplicar medidas que al final puedan afectar al proceso biológico. En estos casos es necesario extremar la vigilancia. El mismo ejemplo podría plantearse para los episodios de espumación.
  10. Utilizar medidas correctoras no específicas a partir del “boca a boca” y no contrastadas en estudios de investigación. Este sin duda es el punto más crítico que seguramente generaría más discusión, por la cantidad de partes implicadas, y por los elevados costes que implica el uso de tratamientos fisicoquímicos para el control de bacterias filamentosas. Cuando se han agotado todos los intentos de medidas correctoras basadas en la ecología y ecofisiología in situ, es entonces cuando debemos utilizar los tratamientos no específicos, aunque en ocasiones es tal el pánico y descontrol, que pueden utilizarse simultáneamente. El grave error que suele cometerse es cuando se aplican estos tratamientos sin que haya sido estudiada previamente su efectividad en plantas a escala real. Cuando un responsable de planta se encuentra en una situación crítica y con poco tiempo para maniobrar, es fácil caer en la tentación de aceptar el servicio o la compra de determinados productos que nos venden indicando que en otras EDAR ha funcionado. Mi consejo siempre es: solicitar al vendedor el artículo científico que demuestra que su producto es efectivo, además de buscar el asesoramiento de especialistas con experiencia en control de bacterias filamentosas. Por último, otro error que también suele cometerse es la aplicación de determinados tratamientos sin llevar acabo un control adecuado de la dosificación, siendo la cloración uno de los ejemplos más comunes. La falta de control de la dosis origina en la mayoría de los casos la reducción del rendimiento del proceso.
 
Te indico algunas referencias bibliográficas que podrían ser de tu interés:
 
Referencias
 
·       Eikelboom, D.H. (1975) Filamentous organisms observed in activated sludge. Water Research 9: 365-388.
·       Madoni, P. (1994) A sludge biotic index (SBI) for the evaluation of the biological performance of activated sludge plants based on the microfauna analysis. Water Research 28: 67-75.
·       Madoni, P., Davoli, D., y Gibin, G. (2000) Survey of filamentous microroganims from bulking and foaming activated-sludge plants in Italy. Water Research 34: 1767-1772.
·       Nielsen, P.H., Kragelund, C., Seviour, R.J., y Nielsen, J.L. (2009a) Identity and ecophysiology of filamentous bacteria in activated sludge. FEMS Microbiology Reviews 33(6): 969-998.
·       Seviour R.J., y Nielsen, P.H. (eds) (2010a) Microbial ecology of activated sludge. London: IWA Publishing.
·       Zornoza, A. (2017) Estudio de la dinámica poblacional de protistas, metazoos y bacterias filamentosas y su interpretación ecológica en fangos activos. Tesis. València: Universitat Politècnica de València.
 
 
Espero que mi respuesta te ayude a enfocar el problema.
 
Atentamente
Andrés Zornoza
 
 
 
Perfil de Andrés Zornoza Zornoza Expertos en Bioindicación y Laboratorio
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